Фенотипический полиморфизм клеток Купфера печени крыс в норме

Цель исследования – оценить иммунофенотип резидентных макрофагов печени, клеток Купфера, у крыс в норме.

Материал и методы. В работе использовали самцов крыс Вистар (n=6), у которых под эфирным наркозом забирали фрагмент срединной доли печени. Полученный материал фиксировали в жидком азоте, после чего готовили криосрезы толщиной 5–7 мкм. На гистологических препаратах с помощью набора антителами выявляли экспрессию ряда маркеров макрофагов: CD68, CD206, CD 163, CD86 после первых антител срезы докрашивали антителами, конъюгированными с FITC, ядра клеток выявляли с помощью DAPI, полученные препараты изучали с помощью флуоресцентного микроскопа.

Результаты. При анализе экспрессии CD68 в печени крыс, установлено, что в норме примерно 20% клеток в поле зрения приходится на CD68+ клетки, что согласуется с нашими более ранними исследованиями. Количество CD163+ и CD206+ клеток совпадало с количеством CD68+ макрофагов, в то время как CD86+ макрофагов было значительно меньше.

Выводы. В нормальных условиях популяция резидентных макрофагов печени крыс представлена клетками с выраженной экспрессией CD68, CD163 и CD206. Большое количество CD163+ и CD206+ макрофагов позволяет заключить, что клетки Купфера близки к М2-прорегенераторным фенотипу. Однако выявление CD86+ резидентных макрофагов свидетельствует о наличии М1-макрофагов, или о присутствии в печени крыс в норме макрофагов с промежуточным между М1и М2-фенотипом. Выявленное высокое содержание в печени макрофагов, экспрессирующих CD163 и CD206, свидетельствует не только о прорегенераторных свойствах клеток Купфера, но также о тесной связи макрофагов с функциями печени, поскольку указанные рецепторы участвует в утилизации гемоглобина и ряда гормонов.

1. Лохонина А.В., Покусаев А.С., Арутюнян И.В., Ельчанинов А.В., Макаров А.В., Еремина И.З., Суровцев В.В., Большакова Г.Б., Гольдштейн Д.В., Фатхудинов Т.Х. Характеристика иммунофенотипа резидентных макрофагов печени и профиля экспрессируемых генов. Клиническая и экспериментальная морфология. 2018; 1(25): 49–60

2. Лохонина А.В., Ельчанинов А.В., Арутюнян И.В., Покусаев А.С., Макаров А.В., Еремина И.З., Суровцев В.В., Большакова Г.Б., Гольдштейн Д.В., Фатхудинов Т.Х. Морфофункциональная характеристика макрофагов эмбрионального и моноцитарного происхождения. Гены и Клетки. 2018; 13(2): 56–62 doi: 10.23868/201808020

3. Chen L, Flies DB. Molecular mechanisms of T cell co-stimulation and co-inhibition. Nat. Rev. Immunol. 2013; 13: 227–42. doi: 10.1038/nri3405

4. Elchaninov AV, Fatkhudinov TK, Usman NY, et al. Dynamics of macrophage populations of the liver after subtotal hepatectomy in rats. BMC Immunol. 2018; 19: 23. doi: 10.1186/s12865-0180260-1.

5. Fabriek BO, van Bruggen R, Deng DM, et al. The macrophage scavenger receptor CD163 functions as an innate immune sensor for bacteria. Blood. 2009; 113: 887–92. doi: 10.1182/blood-2008-07167064

6. Ginhoux F, Greter M, Leboeuf M, et al. Fate map analysis reveals that adult mice derive from primitive macrophages. Science. 2010; 330: 841–5. doi: 10.1126/science.1194637

7. Gottfried E, Kunz-Schughart LA, Weber A, et al. Expression of CD68 in Non-Myeloid Cell Types. Scand. J. Immunol. 2008; 67: 453–63. doi: 10.1111/j.1365-3083.2008.02091.x

8. Guilliams M, Scott CL. Does niche competition determine the origin of tissue-resident macrophages? Nat. Rev. Immunol. 2017; 17: 451–60. doi: 10.1038/nri.2017.42

9. Holness CL, Simmons DL. Molecular cloning of CD68, a human macrophage marker related to lysosomal glycoproteins. Blood. 1993; 81: 1607–13.

10. Lokhonina A, Elchaninov A, Fatkhudinov T, et al. Activated Macrophages of Monocytic Origin Predominantly Express Proinflammatory Cytokine Genes, Whereas Kupffer Cells Predominantly Express Anti-Inflammatory Cytokine Genes. Biomed Res. Int. 2019; 2019: 1–13. doi: 10.1155/2019/3912142

11. Malyshev I, Malyshev Y. Current Concept and Update of the Macrophage Plasticity Concept: Intracellular Mechanisms of Reprogramming and M3 Macrophage “Switch” Phenotype. Biomed Res. Int. 2015; 2015: 1–22. doi: 10.1155/2015/341308

12. Martinez FO, Gordon S. The M1 and M2 paradigm of macrophage activation: time for reassessment. F1000Prime Rep. 2014; 6: 13. doi: 10.12703/P6-13

13. Martinez-Pomares L. The mannose receptor. J. Leukoc. Biol. 2012; 92: 1177–86. doi: 10.1189/jlb.0512231

14. Murray PJ, Allen JE, Biswas SK, et al. Macrophage Activation and Polarization: Nomenclature and Experimental Guidelines. Immunity. 2014; 41: 14–20. doi: 10.1016/j

15. Orecchioni M, Ghosheh Y, Pramod AB, Ley K. Macrophage Polarization: Different Gene Signatures in M1(LPS+) vs. Classically and M2(LPS–) vs. Alternatively Activated Macrophages. Front. Immunol. 2019; 10: 1084. doi: 10.3389/fimmu.2019.01084

16. Perdiguero EG. Development and maintainance of resident macrophages Elisa. Nat Immunol. 2016; 17: 2–8.

17. Perdiguero GE, Klapproth K, Schulz C, et al. Tissueresident macrophages originate from yolksacderived erythro-myeloid progenitors. Nature. 2015; 518: 547–51. doi: 10.1038/nature13989

18. Theret M, Mounier R, Rossi F. The origins and non-canonical functions of macrophages in development and regeneration. Development. 2019; 146: dev156000. doi: 10.1242/dev.156000