Гистоморфометрические показатели регенерации седалищного нерва крыс после перерезки и микрохирургического шва в зависимости от возраста

Влияние старения на морфофункциональные характеристики нервов и процесс их посттравматической регенерации подробно изучено, однако неизвестно, существуют ли различия нейрорегенераторных потенций у экспериментальных животных в юном, взрослом и зрелом возрасте.
Цель – оценить гистоморфометрические показатели регенерации седалищного нерва крыс после перерезки и микрохирургического шва в зависимости от возраста.
Материал и методы. 15 белым лабораторным крысам линии Wistar в возрасте 5–6 (юные), 8–10 (взрослые) и 12 месяцев (зрелые особи) пересекали седалищный нерв на уровне средней трети бедра микрохирургическими ножницами, затем сшивали шестью эпи-периневральными швами. Через 4 месяца животных эвтаназировали. Отрезки седалищных нервов дистальнее уровня швов заключали в аралдит, получали полутонкие срезы (0.5–1.0 мкм), проводили гистоморфометрические исследования. Контролем служили 13 интактных животных. В работе использовали методы непараметрической статистики.
Результаты. Численная плотность эндоневральных сосудов в нервах оперированных крыс была больше, чем у интактных, у зрелых особей она была значимо меньше, чем у юных и взрослых (p<0.001). Численная плотность ядер эндоневральных клеток у юных животных не отличалась от интактного нерва, а у взрослых и зрелых – была в четыре раза больше, чем у юных (p<0.001). Численная плотность регенерирующих миелинизированных нервных волокон у юных и взрослых особей не отличалась от интактного нерва, у зрелых – была увеличена в 2.5 раза (p<0.001). Численная плотность дегенерирующих миелинизированных волокон у юных, взрослых и зрелых оперированных крыс была больше, чем в интактной группе (в 2, 6 и 11 раз соответственно). Распределение миелинизированных волокон по диаметру во всех группах отличалось от контроля.
Выводы. Полученные данные свидетельствуют о значительном снижении регенераторного потенциала шванновских клеток и нейронов у взрослых и зрелых животных в сравнении с юными.

1. Абрашова Т.В., Гущин Я.А., Ковалева М.А., Рыбакова А.В., Селезнева А.И., Соколова А.П., и др. Справочник. Физиологические, биохимические и биометрические показатели нормы экспериментальных животных. СПБ.: ЛЕМА;2013

2. Махинько В.И., Никитин В.Н. Константы роста и функциональные периоды развития в постнатальной жизни белых крыс. Молекулярные и физиологические механизмы возрастного развития. 1975;308–26

3. Мещерягина И.А., Мухтяев С.В., Россик О.С., Григорович К.А., Хомченков М.В., Митина Ю.Л. Нейропатия седалищного нерва у пациентки после эндопротезирования по поводу врожденного вывиха головки бедра (клинический случай из практики). Гений ортопедии. 2014; 3:82–8

4. Семенкин О.М., Измалков С.Н., Братийчук А.Н., Солопихина Э.Б., Балаклеец С.В., Богданова М.А., и др. Результаты оперативного лечения пациентов с синдромом запястного канала в зависимости от степени выраженности заболевания. Гений ортопедии. 2021;27(1):24–31 doi: 10.18019/1028-4427-2021-27-1-24-31

5. Bharali LAM, Lisney SJW. Success of regeneration of peripheral nerve axons in rats after injury at different postnatal ages. Journal of the Neurological Sciences. 1990 Dec;100(1-2):203–10. doi: 10.1016/0022-510x(90)90034-k.

6. Bilego Neto AP da C, Silveira FBC, Rodrigues da Silva GA, Sanada LS, Fazan VPS. Reproducibility in Nerve Morphometry: Comparison between Methods and among Observers. BioMed Research International. 2013;2013:1–7. doi: 10.1155/2013/682849.

7. Costales JR, Socolovsky M, Sánchez Lázaro JA, Álvarez García R. Peripheral nerve injuries in the pediatric population: a review of the literature. Part I: traumatic nerve injuries. Child’s Nervous System. 2018 Sep 13;35(1):29–35. doi: 10.1007/s00381-018-3974-8.

8. Ghezzi AC, Cambri LT, Botezelli JD, Ribeiro C, Dalia RA, de Mello MAR. Metabolic syndrome markers in wistar rats of different ages. Diabetology & Metabolic Syndrome. 2012 Apr 27;4(1):16. doi: 10.1186/1758-5996-4-16.

9. Ghnenis AB, Czaikowski RE, Zhang ZJ, Bushman JS. Toluidine Blue Staining of ResinEmbedded Sections for Evaluation of Peripheral Nerve Morphology. Journal of Visualized Experiments. 2018 Jul 3;(137):58031. doi: 10.3791/58031.

10. Giorgetti E, Obrecht M, Ronco M, Panesar M, Lambert C, Accart N, et al. Magnetic Resonance Imaging as a Biomarker in Rodent Peripheral Nerve Injury Models Reveals an Age-Related Impairment of Nerve Regeneration. Scientific Reports. 2019 Sep 18;9(1). doi: 10.1038/s41598-019-49850-2.

11. Ikeda M, Oka Y. The relationship between nerve conduction velocity and fiber morphology during peripheral nerve regeneration. Brain and Behavior. 2012 Jun 4;2(4):382–90.

12. Jackson SJ, Andrews N, Ball D, Bellantuono I, Gray J, Hachoumi L, et al. Does age matter? The impact of rodent age on study outcomes. Laboratory Animals. 2017 Apr 1;51(2):160–9. doi: 10.1177/0023677216653984.

13. Jessen KR, Mirsky R. The Success and Failure of the Schwann Cell Response to Nerve Injury. Frontiers in Cellular Neuroscience. 2019 Feb 11;13. doi: 10.3389/fncel.2019.00033.

14. Kaiser R, Ullas G, Havránek P, Homolková H, Miletín J, Tichá P, Sukop A. Сurrent concepts in peripheral nerve injury repair. Acta Chir Plast. 2017;Fall;59(2):85–91.

15. Kuffler DP, Foy C. Restoration of Neurological Function Following Peripheral Nerve Trauma. International Journal of Molecular Sciences. 2020 Mar 6;21(5):1808. doi: 10.3390/ijms21051808.

16. Kumar D, Rizvi SI. Age-Dependent Paraoxonase 1 (PON1) Activity and LDL Oxidation in Wistar Rats during Their Entire Lifespan. The Scientific World Journal. 2014;2014:1–6. doi: 10.1155/2014/538049.

17. Lohmeyer JA, Sommer B, Siemers F, Mailänder P. Nerve Injuries of the Upper Extremity—Expected Outcome and Clinical Examination. Plastic Surgical Nursing. 2009 Apr;29(2):88–93. doi: 10.1097/01.PSN.0000356867.18220.73.

18. Roh DS, Panayi AC, Bhasin S, Orgill DP, Sinha I. Implications of Aging in Plastic Surgery. Plastic and Reconstructive Surgery – Global Open. 2019 Jan 1;7(1):e2085. doi: 10.1097/GOX.0000000000002085.

19. Sakita M, Murakami S, Fujino H. Age-related morphological regression of myelinated fibers and capillary architecture of distal peripheral nerves in rats. BMC Neuroscience. 2016 Jun 24;17(1). doi: 10.1186/s12868-016-0277-4.

20. Scheib J, Höke A. Impaired regeneration in aged nerves: Clearing out the old to make way for the new. Experimental Neurology. 2016 Oct;284(Pt A):79–83. doi: 10.1016/j.expneurol.2016.07.010

21. Verdú E, Ceballos D, Vilches JJ, Navarro X. Influence of aging on peripheral nerve function and regeneration. Journal of the peripheral nervous system: JPNS. 2000 Dec 1;5(4):191–208. doi: 10.1046/j.1529-8027.2000.00026.x.

22. Walker KVR, Kember NF. Cell kinetics of growth cartilage in the rat tibia II. Measurements during ageing. Cell Proliferation. 1972 Sep;5(5):409–19. doi: 10.1111/j.1365-2184.1972.tb00379.x.

23. Wang Y-J, Zhou C-J, Shi Q, Smith N, Li T-F. Aging Delays the Regeneration Process following Sciatic Nerve Injury in Rats. Journal of Neurotrauma. 2007 May;24(5):885–94. doi: 10.1089/neu.2006.0156.

24. Young L, Wray RC, Weeks PM. A Randomized Prospective Comparison of Fascicular and Epineural Digital Nerve Repairs. Plastic and Reconstructive Surgery. 1981 Jul;68(1):89–92. doi: 10.1097/00006534-198107000-00018.