Темные нейроны сенсомоторной коры белых крыс после острой неполной ишемии в аспекте артефактов фиксации и нейроглиальных взаимоотношений

Цель  –изучить морфофункциональные признаки формирования «темных нейронов» сенсомоторной коры (СМК) большого мозга половозрелых белых крыс в норме и после 40-минутной окклюзии общих сонных артерий (ООСА).

Материал и методы.Острую ишемию моделировали на белых крысах Wistar путем 40-минутной ООСА. Головной мозг фиксировали иммерсионным и перфузионным способами. Проводили сравнительную морфометрическую оценку цито-и глиоцитоархитектоники неокортекса в норме (n=6), через 1 (n=6), 3 (n=6) и 7 сут (n=6) после ООСА. Использовали окраски по Нисслю, гематоксилином и эозином, иммуно-гистохимическое  типирование  NSE,  MAP-2,  HSP-70,  p38,  CASP3,  GFAP  и  AIF1.  Определяли  численную плотность  нормохромных  и  гиперхромных  (темных)  пирамидных  нейронов,  олигодендроцитов  (ОДЦ), микроглиоцитов (МГЦ), а также относительную площадь зон отека–набухания. Проверку статистических гипотез проводили с помощью непараметрических методов в программе Statistica 8.0.

Результаты. Способ  фиксации  головного  мозга  существенно  влиял  на  содержание  артефактных темных нейронов (АТН), которые по морфологии и тинкториальным свойствам похожи надегенеративно измененные темные нейроны (ДТН). Появление обратимо и необратимо измененных ДТН после ООСА в СМК сопровождалось увеличением относительной площади зон отека–набухания (контроль –5.4%, 1-е сут –17.6%). Максимальное содержание ДТН (53%) выявлено в слое V через 7 сут после ишемии. По данным иммуногистохимического типирования NSE, MAP-2, HSP-70, p38, CASP3, специфические белки большей части  ДТН  сохранялись,  обеспечивая  их  восстановление  и  функционирование  нейронных  сетей.  Общая численная плотность нейронов СМК через 7 сут в слое III уменьшалась на 26.4% (p=0.001), а в слое V –на 18.5%  (Mann–Whitney  U  Test;  p=0.01).  Выявленные  изменения  носили  диффузно-очаговый  характер.

В зонах скопления ДТН увеличивалось содержание астроцитов, микроглиоцитов (МГЦ) и олигодендроцитов (ОДЦ). Нейро-астроглиальный индекс (контроль –1.62) через 3 сут после ООСА увеличивался до 2.72. Пик численной плотности МГЦ отмечен через 1 сут, а ОДЦ –через 7 сут после острой неполной ишемии (Mann–Whitney U Test; p0.001).

Заключение.После 40-минутной окклюзии общих сонных артерий в слоях III и V сенсомоторной коры на фоне гидропической дистрофии были выявлены темные нейроны, цитоморфологические характеристики  которых  свидетельствовали  о  наличии  динамики  их  прижизненных  дегенеративных  изменений. Восстановление дегенеративно измененных темных нейронов сопровождалось увеличением количества  сателлитарных  олигодендроцитов,  астроцитов  и  микроглиоцитов. Выявленные  изменения  рассматривались как один из вариантов обратимых изменений нейронов в ответ на умеренное ишемическое повреждение.

1. Авдеев Д.Б., Акулинин В.А., Степанов А.С., Горбунова А.В., Степанов С.С. Плейотропные ферменты апоптоза и синаптическая пластичность гиппокампа белых крыс после окклюзии общих сонных артерий. Сибирский журнал клинической и экспериментальной медицины. 2018;33(3):102–10

2. Алексеева О.С., Кирик О.В., Гилерович Е.Г., Коржевский Д.Э. Микроглия головного мозга: происхождение, структура и функции. Журнал эволюционной биохимии и физиологии. 2019;55(4):231–41

3. Бонь Е.И., Максимович Н.Е., Зиматкин С.М.Морфологические нарушения нейронов гиппокампа крыс с субтотальной и тотальной ишемией. Оренбургский медицинский вестник. 2020;8(2):41–6

4. Боровиков В.Statistica. Искусство анализа данных на компьютере. Санкт-Петербург: Питер. 2003

5. Васильев Д.С., Туманова Н.Л., Журавин И.А., и др. Морфофункциональные изменения в поле СА1 гиппокампа крыс при использовании пентилентетразоловой и литий-пилокарпиновой моделей судорожных состояний. Журнал эволюционной биохимии и физиологии. 2014;50(6):463–69

6. Зиматкин С.М., Бонь Е.И. Темные нейроны мозга. Морфология. 2017;152(6):81–6

7. Шертаев М.М., Ибрагимов У.К., Икрамова С.К., и др. Морфологические изменения в тканях головного мозга при экспериментальной ишемии. Вестник НГПУ. 2015;1(23):72–9

8. Степанов А.С., Акулинин В.А., Степанов С.С., Авдеев Д.Б. Клеточные системы восстановления и утилизации поврежденных нейронов головного мозга белых крыс после 20-мин окклюзии общих сонных артерий. Российский физиологический журнал им. И.М. Сеченова. 2017(а);103(10): 1135–47

9. Степанов А.С., Акулинин В.А., Мыцик А.В., Степанов С.С., Авдеев Д.Б. Нейро-глио-сосудистые комплексы головного мозга после острой ишемии. Общая реаниматология. 2017(б);13(6): 6–17

10. Степанов С.С., Акулинин В.А., Авдеев Д.Б., Степанов А.С., Горбунова А.В. Структурно-функциональная реорганизация ядрышкового аппарата нейронов неокортекса, архикортекса и базальных ганглиев головного мозга белых крыс после 20-минутной окклюзии общих сонных артерий. Журнал анатомии и гистопатоло-гии. 2018;7(4): 67–74

11. Степанов С.С., Кошман И.П., Шоронова А.Ю., и др.Структурные основы изменения межнейронной коммуникации нейронов поля СА3 гиппокампа белых крыс после тяжелой черепно-мозговой травмы. Патологическая физио-логия и экспериментальная терапия. 2021;65(1): 22–34

12. Торшин В.И., Кастыро И.В., Костяева М.Г., и др. Влияние экспериментального моделирования септопластики на цитоархитектонику гип-покампа у крыс. Голова и шея. 2019;7(4): 33–41

13. Шляхто Е.В., Баранцевич Е.Р., Щербак Н.С., Галагудза М.М. Молекулярные механизмы формирования ишемической толерантности головного мозга. Часть 1. Вестник РАМН. 2012; 6: 42–50

14. Яковлев А.А., Гуляева Н.В. Прекондиционирование клеток мозга к патологическим воздей-ствиям: вовлеченность протеаз (обзор). Био-химия. 2015;80(2): 204–13

15. Ahmadpour S, Behrad A, Vega IF.Dark Neurons: A protective mechanism or a mode of death. Journal of Medical Histology. 2019 Dec 1;3(2):125–31. doi: 10.21608/JMH.2020.40221.1081

16. Alawieh A, Langley EF, Tomlinson S. Targeted complement inhibition salvages stressed neurons and inhibits neuroinflammation after stroke in mice. Science Translational Medicine. 2018 May 16;10(441):eaao6459. doi: 10.1126/scitranslmed.aao6459

17. Bisicchia E, Sasso V, Molinari M, Viscomi MT.Plasticity of microglia in remote regions after focal brain injury. Seminars in Cell & Developmental Biology. 2019 Oct;94:104–11. doi: 10.1016/j.semcdb.2019.01.011

18. Bolon B, Garman R, Jensen K, Krinke G, Stuart B.A “Best Practices” Approach to Neuropathologic Assessment in Developmental Neurotoxicity Testing—for Today. Toxicologic Pathology. 2006 Apr;34(3):296–313. doi: 10.1080/01926230600713269

19. Castro OW, Furtado MA, Tilelli CQ, Fernandes A, Pajolla GP, Garcia-Cairasco N. Comparative neuroanatomical and temporal characterization of FluoroJade-positive neurodegeneration after status epilepticus induced by systemic and intrahippocampal pilocarpine in Wistar rats. Brain Research. 2011 Feb;1374:43–55. doi: 10.1016/j.brainres.2010.12.012

20. Chen Z, Trapp BD.Microglia and neuroprotection. Journal of Neurochemistry. 2015 Mar 10;136:10–7. doi: 10.1111/jnc.13062

21. Cole JH, Jolly A, de Simoni S, Bourke N, Patel MC, Scott G, et al. Spatial patterns of progressive brain volume loss after moderatesevere traumatic brain injury. Brain. 2018 Jan 4;141(3):822–36. doi: 10.1093/brain/awx354

22. Eyo UB, Dailey ME. Microglia: Key Elements in Neural Development, Plasticity, and Pathology. Journal of Neuroimmune Pharmacology. 2013 Jan 27;8(3):494–509. doi: 10.1007/s11481-013-9434-z

23. Gallyas F, Pál J, Bukovics P. Supravital microwave experiments support that the formation of “dark” neurons ispropelled by phase transition in an intracellular gel system. Brain Research. 2009 May;1270:152–6. doi: 10.1016/j.brainres.2009.03.020

24. Garman RH. Histology of the Central Nervous System. Toxicologic Pathology. 2010 Nov 30;39(1):22–35. doi: 10.1177/0192623310389621

25. Graeber MB, Blakemore WF, Kreutzberg GW.Cellular pathology of the central nervous system. In: Graham DI, Lantos PL. Greenfield’s neuropath. 1. London. Arnold. 2002.

26. Harris TC, de Rooij R, Kuhl E. The Shrinking Brain: Cerebral Atrophy Following Traumatic Brain Injury. Annals of Biomedical Engineering. 2019;47(9):1941–59. doi: 10.1007/s10439-018-02148-2

27. Jortner B. The return of the dark neuron. A histological artifact complicating contemporary neurotoxicologic evaluation. NeuroToxicology. 2006 Jul;27(4):628–34. doi: 10.1016/j.neuro.2006.03.002

28. Kim JY, Barua S, Huang MY, Park J, Yenari MA, Lee JE.Heat Shock Protein 70 (HSP70) Induction: Chaperonotherapy for Neuroprotection after Brain Injury. Cells. 2020 Sep 2;9(9):2020. doi: 10.3390/cells9092020

29. Belov Kirdajova D, Kriska J, Tureckova J, Anderova M. Ischemia-Triggered Glutamate Excitotoxicity From the Perspective of Glial Cells. Frontiers in Cellular Neuroscience. 2020 Mar 19;14. doi: 10.3389/fncel.2020.00051

30. Kövesdi E, Pál J, Gallyas F. The fate of “dark” neurons produced by transient focal cerebral ischemia in a non-necrotic and non-excitotoxic environment: Neurobiological aspects. Brain Research. 2007 May;1147:272–83. doi: 10.1016/j.brainres.2007.02.011

31. Lipton P. Ischemic Cell Death in Brain Neurons. Physiological Reviews. 1999 Jan 10;79(4):1431–568. doi: 10.1152/physrev.1999.79.4.1431

32. Lychko VS, Malakhov VA, Potapov AA.Morphological Changes of the Brain Tissue in Rats with Experimental Model of Ischemic Stroke in the Dynamics of Treatment by Immunobiological Preparation Cryocell-Cryocord. Sovremennye tehnologii v medicine. 2015 Dec;7(4):58–63. doi: 10.17691/stm2015.7.4.07

33. Morgan BP, Harris CL. Complement, a target for therapy in inflammatory and degenerative diseases. Nature Reviews Drug Discovery. 2015 Oct 23;14(12):857–77. doi: 10.1038/nrd4657

34. Müller GJ, Stadelmann C, Bastholm L, Elling F, Lassmann H, Johansen FF. Ischemia Leads to Apoptosis-and Necrosis-like Neuron Death in the Ischemic Rat Hippocampus. Brain Pathology. 2006 Apr 5;14(4):415–24. doi: 10.1111/j.1750-3639.2004.tb00085.x

35. Ooigawa H, Nawashiro H, Fukui S, Otani N, Osumi A, Toyooka T, et al. The fate of Nisslstained dark neurons following traumatic brain injury in rats: difference between neocortex and hippocampus regarding survival rate. Acta Neuropathologica. 2006 Jul 21;112(4):471–81. doi: 10.1007/s00401-006-0108-2

36. Paxinos G, Watson C.The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. 5-th ed. San Diego: Elsevier Academic Press. 2005.

37. Rami A. Review: Autophagy in neurodegeneration: firefighter and/or incendiarist? Neuropathology and Applied Neurobiology. 2009 Oct;35(5):449–61. doi: 10.1111/j.1365-2990.2009.01034.x

38. Schmued LC, Hopkins KJ. Fluoro-Jade: Novel Fluorochromes for Detecting Toxicant-Induced Neuronal Degeneration. Toxicologic Pathology. 2000 Jan;28(1):91–9. doi: 10.1177/019262330002800111

39. Soontornniyomkij V, Chang RC, Soontornniyomkij B, Schilling JM, Patel HH, Jeste DV.Loss of Immunohistochemical Reactivity in Association With Handling-Induced Dark Neurons in Mouse Brains. Toxicologic Pathology. 2020 Jan 3;48(3):437–45. doi: 10.1177/0192623319896263

40. Wagner D-C, Scheibe J, Glocke I, et al. Objectbased analysis of astroglial reaction and astrocyte subtype morphology after ischemic brain injury. Acta neurobiol. Exper. 2013. 73(1):79–87.

41. Zille M, Farr TD, Przesdzing I, Müller J,perimental Focal Cerebral Ischemia: Promises, Problems, and Perspectives. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 2011 Nov 16;32(2):213–31. doi: 10.1038/jcbfm.2011.150