Радиационно-индуцированные изменения содержания белка в нейронах головного мозга

Цель – оценить влияние различных режимов воздействия малых доз ионизирующего излучения на содержание белка в нейронах головного мозга.

Материал и методы. Исследование с соблюдением правил биоэтики выполнено на 300 крысахсамцах в возрасте 4 мес к началу эксперимента, подвергавшихся радиационному воздействию в суммарных дозах 0.1, 0.2, 0.5 и 1.0 Гр однократно или фракционированно (равными порциями в течение 5 дней) с мощностью дозы облучения 0.5 и 6.6 Гр/ч. После стандартных гистологических процедур нейроморфологическими методиками оценивали морфометрические и тинкториальные показатели нейронов головного мозга, а также динамику содержания белка в нейронах на всей продолжительности жизни животных. Статистическую обработку результатов проводили с помощью пакетов программ Statistiсa 6.1, с использованием параметрических критериев и математическим моделированием.

Результаты. У контрольных и облученных животных на протяжении всей жизни происходят волнообразные изменения содержания белка в нейронах головного мозга с постепенным снижением показателей к окончанию пострадиационного периода. Регрессионный анализ показал, что облучение в изученных дозах оказывает нелинейное стохастическое влияние на содержание белка в нейронах, не имеет дозовременной зависимости и не вызывает значимых органических изменений в головном мозге. В конце эксперимента, когда наблюдается гибель как облученных, так и контрольных животных содержание белка в нейронах статистически значимо уменьшается во всех группах, но в большей степени у животных, подвергшихся радиационному воздействию. При этом наибольшее снижение содержания белка отмечено в грушевидных нейронах коры мозжечка, а более резистентными к радиационному фактору по содержанию белка оказались нейроны коры теменной доли.

Заключение. Значимых радиационно-индуцированных изменений содержания и топохимии продуктов гистохимических реакций при выявлении белка в структурах нейронов головного мозга не выявлено. В конце эксперимента содержание белка в нейронах теменной коры облученных животных практически соответствовало таковому у животных возрастного контроля, а в других отделах мозга было статистически значимо снижено.

1. Батмунх М., Баярчимэг Л., Бугай А.Н., Васильева М.А., Колесникова Е.А. Моделирование индукции и репарации повреждений ДНК в клетках гиппокампа при действии тяжелых заряженных частиц. Современные вопросы радиационной генетики. Дубна: ОИЯИ; 2019:20–1

2. Бирюков А.П., Котеров А.Н. Роль радиобиологии при оценке радиационного риска. Медикобиологические проблемы жизнедеятельности. 2010;1:25–30

3. Григорьев Ю.Г. Первые недели после аварии на Чернобыльской АЭС (личные оценки). Медицинская радиология и радиационная безопасность. 2016;61(3):24–9

4. Гундарова О.П., Федоров В.П., Зуев В.Г. Оценка психоневрологического статуса ликвидаторов радиационных аварий. Воронеж: Научная книга; 2012

5. Жижина Г.П. Влияние малых доз низкоинтенсивной ионизирующей радиации на структуру и функции ДНК. Радиационная биология. Радиоэкология. 2011;51(2):218–28

6. Ильин Л.А., Кириллов В.Ф., Коренков И.П. Радиационная гигиена. М., 2010

7. Мазурик В.К. Радиационно-химические, молекулярные и биохимические основы биологического действия излучений. В кн.: Радиационная медицина. Под общ. ред. Л.А. Ильина. Т.1. Теоретические основы радиационной медицины. М.: Изд. АТ;2004:122–89.

8. Маслов Н.В., Федоров В.П., Зуев В.Г. Морфофункциональное состояние теменной коры при действии малых доз ионизирующего излучения. Воронеж: Научная книга; 2012

9. Озеров И.В., Осипов А.Н. Кинетическая модель репарации двунитевых разрывов ДНК в первичных фибробластах человека при действии редкоионизирующего излучения с различной мощностью дозы. Компьютерные исследования и моделирование. 2015;7(1):159–76

10. Петров А.В., Федоров В.П. Морфогенетические механизмы изменчивости центральной нервной системы при действии ионизирующего облучения. Вестник Российской военномедицинской академии. 2008;3:135–6

11. Сгибнева Н.В., Федоров В.П. Морфофункциональное состояние сенсомоторной коры после малых радиационных воздействий. Воронеж: Научная книга; 2013.

12. Стожаров А.Н., Аветисов А.Р., Квиткевич Л.А. Радиационная медицина. Минск, 2009.

13. Ушаков И.Б., Федоров В.П. Малые радиационные воздействия и мозг. Воронеж: Научная книга; 2015.

14. Холодова Н.Б. Метаболические и дисциркуляторные изменения в головном мозге в отдаленные сроки после облучения малыми дозами ионизирующего излучения. Журнал неврологии и психиатрии. 2008;108(6):70–1

15. Acharya SS, Fendler W, Watson J, Hamilton A, Pan Y, Gaudiano E, et al. Serum microRNAs are early indicators of survival after radiation-induced hematopoietic injury. Science Translational Medicine. 2015 May 13;7(287):287ra69-287ra69. doi: 10.1126/scitranslmed.aaa6593

16. Boichuk S, Dunaev P, Galembikova A, Bikinieva F, Nurgatina I, Mustafin I, et al. Inhibition of FGFR2-Signaling Attenuates a HomologyMediated DNA Repair in GIST and Sensitizes Them to DNA-Topoisomerase II Inhibitors. International Journal of Molecular Sciences. 2020 Jan 5;21(1):352. doi: 10.3390/ijms21010352

17. Eggler AL, Inman RB, Cox MM. The Rad51-dependent Pairing of Long DNA Substrates Is Stabilized by Replication Protein A. Journal of Biological Chemistry. 2002 Aug 6;277(42):39280–8. doi: 10.1074/jbc.m204328200

18. Guida MS, El-Aal AA, Kafafy Y, Salama SF, Badr BM, Badr G. Thymoquinone Rescues T Lymphocytes from Gamma Irradiation-Induced Apoptosis and Exhaustion by Modulating ProInflammatory Cytokine Levels and PD-1, Bax, and Bcl-2 Signaling. Cellular Physiology and Biochemistry. 2016;38(2):786–800. doi: 10.1159/000443034

19. Hada M, Georgakilas AG. Formation of Clustered DNA Damage after High-LET Irradiation: A Review. Journal of Radiation Research. 2008;49(3):203–10. doi: 10.1269/jrr.07123

20. Hagiwara Y, Oike T, Niimi A, Yamauchi M, Sato H, Limsirichaikul S, et al. Clustered DNA doublestrand break formation and the repair pathway following heavy-ion irradiation. Journal of Radiation Research. 2018 Nov 22;60(1):69–79. doi: 10.1093/jrr/rry096

21. Jacob NK, Cooley JV, Yee TN, Jacob J, Alder H, Wickramasinghe P, et al. Identification of Sensitive Serum microRNA Biomarkers for Radiation Biodosimetry. Camphausen K, editor. PLoS ONE. 2013 Feb 25;8(2):e57603. doi: 10.1371/journal.pone.0057603

22. James A, Wang Y, Raje H, Rosby R, DiMario P. Nucleolar stress with and without p53. Nucleus. 2014 Aug 5;5(5):402–26. doi: 10.4161/nucl.32235

23. Kakoti S, Yamauchi M, Gu W, Kato R, Yasuhara T, Hagiwara Y, et al. p53 deficiency augments nucleolar instability after ionizing irradiation. Oncology Reports. 2019 Sep 27; 2293–2302. doi: 10.3892/or.2019.7341

24. Lee M, Lipfert J, Sanchez H, Wyman C, Dekker NH. Structural and torsional properties of the RAD51-dsDNA nucleoprotein filament. Nucleic Acids Research. 2013 May 22;41(14):7023–30. doi: 10.1093/nar/gkt425

25. Niimi A, Yamauchi M, Limsirichaikul S, Sekine R, Oike T, Sato H, et al. Identification of DNA double strand breaks at chromosome boundaries along the track of particle irradiation. Genes, Chromosomes and Cancer. 2016 May 16;55(8):650–60. doi: 10.1002/gcc.22367

26. Sankaranarayanan K, Chakraborty R. Ionizing radiation and genetic risks. Mutation

27. Research/Fundamental and Molecular Mechanisms of Mutagenesis. 2000 Oct;453(2):183–97. doi: 10.1016/s0027-5107(00)00106-8

28. Sneeden JL, Grossi SM, Tappin I, Hurwitz J, Heyer W-D. Reconstitution of recombinationassociated DNA synthesis with human proteins. Nucleic Acids Research. 2013 Mar 27;41(9):4913–25. doi: 10.1093/nar/gkt192

29. Tang FR, Loke WK, Khoo BC. Low-dose or lowdose-rate ionizing radiation–induced bioeffects in animal models. Journal of Radiation Research. 2016 Dec 27;58(2):165–82. doi: 10.1093/jrr/rrw120

30. Trott KR, Rosemann M. Molecular mechanisms of radiation carcinogenesis and the linear, nonthreshold dose response model of radiation risk estimation. In: The Effects of Low and Very Low Doses of Ionizing Radiation on Human Health. Ed. by WONUC. Amsterdam – New-York: Elsevier Sicences B.V. 2000:65–77.

31. United Nations. UNSCEAR 2006. Report to the General Assembly, with Scientific Annexes. Annex A. Epidemiological studies of radiation and cancer. United Nations. New York. 2008: 17–322.

32. United Nations. UNSCEAR 2006. Report to the General Assembly, with Scientific Annexes. Annex C. Non-targeted and delayed effects of exposure to ionizing radiation. United Nations. New York. 2009: 1–79.

33. Ushakov I, Fedorov V, Komarevtsev V. Comparative Evaluation of Neuromorphological Effects Under Single and Fractionated Irradiation in Small Doses. Biomedical Journal of Scientific & Technical Research. 2019 Jan 18;13(2):1–3. doi: 10.26717/bjstr.2019.13.002389

34. Wong K-K, Chang S, Weiler SR, Ganesan S, Chaudhuri J, Zhu C, et al. Telomere dysfunction impairs DNA repair and enhances sensitivity to ionizing radiation. Nature Genetics. 2000 Sep;26(1):85–8. doi: 10.1038/79232

35. Xue X, Raynard S, Busygina V, Singh AK, Sung P. Role of Replication Protein A in Double Holliday Junction Dissolution Mediated by the BLM-Topo IIIα-RMI1-RMI2 Protein Complex. Journal of Biological Chemistry. 2013 Mar 30;288(20):14221–7. doi:

36. 1074/jbc.m113.465609

37. Zou Y, Liu Y, Wu X, Shell SM. Functions of human replication protein A (RPA): from DNA replication to DNA damage and stress responses. Journal of cellular physiology [Internet]. 2006;208(2):267–73. doi: 10.1002/jcp.20622