Кариометрические и электронно-микроскопические исследования темных и светлых клеток коры надпочечника у млекопитающих

Целью настоящего исследования является сравнительное изучение темных и светлых клеток корковой паренхимы надпочечных желез у млекопитающих на световом и электронно-микроскопическом уровнях. Материал и методы. Проведены кариометрические и электронно-микроскопические исследования надпочечных желез 9 видов млекопитающих: Vulpes vulpes (лисицы), Vulpes lagopus (песца), Canis familiaris (собаки), Мartes zibellina (соболя), Mustela vison (норки), Enhydra lutris (калана); Castor fiber (речного бобра); Callorhinus ursinus (морского котика); Ovis aries (барана). Серийные парафиновые срезы окрашивали гематоксилином и эозином, железным гематоксилином, азаном по Гейденгайну, применяли ШИК-реакцию, окраску трихром-ШИК и тетрахром-ШИК. РНК выявляли реакцией Браше и галлоцианином по Эйнарсону. Для выявления липидов замороженные срезы окрашивали суданом III+IV, суданом черным. Определяли количество темных и светлых клеток в коре надпочечника норки в различные сезона года. На электронных микрофотограммах при подсчитывали количество липидных капель и митохондрий в пучковой зоне коры надпочечника. Результаты. В коре надпочечных желез млекопитающих присутствуют темные и светлые клетки. Темные клетки по мере накопления суданофильных веществ превращаются в светлые клетки, которые при дальнейшем накоплении липидов претерпевают деструктивные изменения. Обнаруживаются так же темные гибнущие клетки коры надпочечника, характеризующиеся уплотнением цитоплазмы, пикнозом ядер, накоплением желто-бурого пигмента. Темные клетки имеют более крупные ядра, дают более интенсивную реакцию на РНК и кетостероиды и являются более активными секреторными клетками по сравнению со светлыми адренокортикоцитами. Электронномикроскопически в темных клетках выявляется большое количество митохондрий и в значительном количестве присутствуют липидные капли. Светлые клетки содержат много липидных включений и мало митохондрий.

надпочечник, темные и светлые клетки, липидные капли, митохондрии, площадь ядер, ядерно-цитоплазматическое отношение, adrenal gland, dark and light cells, lipid drops, mitochondria, area of nuclei, nuclear-cytoplasmic ratio

1. Алексеева Н. Т., Кварацхелия А. Г. Модифицирующее действие антиоксиданта α-токоферола на надпочечные железы хронически алкоголизированных крыс. Международный журнал прикладных и фундаментальных исследований. 2013; 5: 156-158.

2. Грибанов О. Г. Возрастная динамика морфометрических показателей коркового вещества надпочечников пятнистого оленя. Вестник Алтайского государственного аграрного университета. 2013; 8(106): 89-93.

3. Кварацхелия А. Г., Клочкова С. В., Никитюк Д. Б., Алексеева Н. Т. Структурная реорганизация коры надпочечников при пероральной принудительной алкогольной интоксикации в сочетании с введением витамина Е. Журнал анатомии и гистопатологии. 2014; 3(1): 27-32.

4. Кисели Д. Практическая микротехника и гистохимия. Будапешт: Изд-во АН Венгрии; 1962. 382.

5. Кольтюкова Н. В. Морфологические изменения надпочечника при адаптации к многократным индивидуально дозированным физическим нагрузкам. Морфология. 1997; 111(2): 79-83.

6. Кузнецов А. В., Шевченко Б. П. Морфометрия надпочечников оренбургской пуховой козы в постнатальном онтогенезе. Известия Оренбургского государственного аграрного университета. 2005; 2(6): 30-32.

7. Лакин Г. Ф. Биометрия. М.; 1980. 291.

8. Магомедов Г.-Г. Р., Атагимов М. З. Морфология надпочечника в постнатальном онтогенезе у овец дагестанской горной породы. Известия Оренбургского государственного аграрного университета. 2010; 29: 101-103.

9. Снедекор Дж. У. Статистические методы в применении к исследованиям в сельском хозяйстве и биологии. М.; 1961. 503.

10. Торгун П. М. Структура и гистофункциональные показатели коры надпочечника норки. Доклады Академии наук СССР. 1967; 174(4): 961-964.

11. Урбах В. Ю. Биометрические методы. М.; 1964. 415.

12. Ray P. K. Stabilization of the remaining adrenal gland following unilateral adrenalectomy. A light- and electron-microscopic study in the rat. Acta Anat (Basel). 1980; 108(2): 208-225.

13. Sricharoenvej S., Boonprasop S., Lanlua P., Piyawinijwong S., Niyomchan A. Morphological and microvascular changes of the adrenal glands in streptozotocin-induced long-term diabetic rats. Ital J Anat Embryol. 2009; 114(1): 1-10.

14. Buzueva I. I., Filyushina E. E., Shmerling M. D., Markel A. L., Yakobson G. S. Chromogranin location in the adrenal glands of ISIAH rats. Bull Exp Biol Med. 2013; 154(3): 393-539.

15. Vukovic S., Lucic H., Zivkovic A., Duras Gomercic M., Gomercic T., Galov A. Histological structure of the adrenal gland of the bottlenose dolphin (Tursiops truncatus) and the striped dolphin (Stenella coeruleoalba) from the Adriatic Sea. Anat Histol Embryol. 2010; 39(1): 59-66. doi: 10.1111/j.1439-0264.2009.00981.x