Направления дифференцировки аллогенных мультипотентных стромальных клеток в регенерирующей печени

Цель работы - изучить заместительный механизм терапевтической активности мультипотентных стромальных клеток пупочного канатика на модели регенерации печени крыс после субтотальной резекции органа. Материал и методы . Работа выполнена на крысах аутбредного стока Спрейг-Доули, у которых воспроизведена модель регенерации печени после субтотальной резекции - удаление 80% паренхимы. Мультипотентные стромальные клетки выделяли из стромы пупочного канатика крысы методом эксплантов, подтверждали их принадлежность к указанному типу, метили витальным красителем РКН26 и трансплантировали в печень непосредственно после резекции. Далее животных выводили из эксперимента на 1-, 7- и 10-е сутки после субтотальной резекции. Печень удаляли, замораживали при -80°С и готовили криосрезы. Полученные срезы окрашивали первыми антителами к соответствующему белку-маркеру и вторыми антителами, несущими флуоресцентную метку, ядра докрашивали DAPI. Результаты. На всех сроках исследования в регенерирующей печени обнаруживались клетки, несущие мембранную метку РКН26. При изучении направления дифференцировки было обнаружено, что введенные клетки не встраивались в балки гепатоцитов или стенку желчных протоков, а также не экспрессировали маркер гепатоцитов - цитокератин 18, холангиоцитов - цитокератин 19. Трансплантированные клетки располагались в соединительной ткани вокруг сосудов, при этом введенные клетки не экспрессировали маркер гладких миоцитов - альфа гладкомышечный актин, однако в единичных клетках визуализировался маркер эндотелиоцитов CD31. Выводы. Дифференцировка мультипотентных стромальных клеток не является ведущим механизмом активности клеток в условиях регенерации печени после субтотальной резекции.

печень, регенерация, мультипотентные стромальные клетки, liver, regeneration, multipotent stromal cells

1. Ельчанинов А. В., Володина М. А., Арутюнян И. В. и др. Влияние мультипотентных стромальных клеток на функцию митохондрий клеток регенерирующей печени. Клеточные технологии в биологии и медицине. 2014; 4: 253-259.

2. Котельникова Л. П., Будянская И. М. Профилактика и лечение осложнений после резекции печени. Вестник хирургии им. И.И. Грекова. 2012; 3(171): 67-71.

3. Arutyunyan I., Elchaninov A., Fatkhudinov T., et al. Elimination of allogeneic multipotent stromal cells by host macrophages in different models of regeneration. Int. J. Clin. Exp. Pathol. 2015; 8(5): 4469-80.

4. Ayatollahi M., Hesami Z., Jamshidzadeh A., Gramizadeh B. Antioxidant Effects of Bone Marrow Mesenchymal Stem Cell against Carbon Tetrachloride-Induced Oxidative Damage in Rat Livers. Int J Organ Transplant. Med. 2014;5(4):166-73.

5. Bae S., Park C. W., Son H. K. et al. Fibroblast activation protein alpha identifies mesenchymal stromal cells from human bone marrow. Br. J. Haematol. 2008;142(5):827-30.

6. Dahm F., Georgiev P., Clavien P. A. Small-for-size syndrome after partial liver transplantation: definition, mechanisms of disease and clinical implications. Am. J. Transplant. 2005; 5(11): 2605-10.

7. Darby I. A., Laverdet B., Bonté F., Desmoulière A. Fibroblasts and myofibroblasts in wound healing. Clin Cosmet Investig Dermatol. 2014; 7: 301-11. doi: 10.2147/CCID.S50046.

8. De Leve L. D. Liver sinusoidal endothelial cells and liver regeneration. J. Clin. Invest. 2013; 123(5): 1861-6.

9. di Bonzo L. V., Ferrero I., Cravanzola C., et al. Human mesenchymal stem cells as a two-edged sword in hepatic regenerative medicine: engraftment and hepatocyte differentiation versus profibrogenic potential. Gut. 2008; 57(2): 223-31.

10. Dominici M., Le Blanc K., Mueller I., et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy. 2006; 8(4): 315-7.

11. Driskell R. R., Watt F. M. Understanding fibroblast heterogeneity in the skin. Trends Cell Biol. 2015; 25(2): 92-9. doi: 10.1016/j.tcb.2014.10.001

12. Hammond J. S., Guha I. N., Beckingham I. J., Lobo D. N. Prediction, prevention and management of postresection liver failure. Br. J. Surg. 2011; 98(9):1188-200. doi: 10.1002/bjs.7630.

13. Kelly T., Huang Y., Simms A. E. et al. Fibroblast activation protein-α: a key modulator of the microenvironment in multiple pathologies. Int. Rev. Cell Mol. Biol. 2012; 297: 83-116.

14. Michalopoulos G. K. Liver regeneration. J. Cell. Physiol. 2007; 213(2): 286-300.

15. Pacini S., Petrini I. Are MSCs angiogenic cells? New insights on human nestin-positive bone marrow-derived multipotent cells. Front. Cell. Dev. Biol. 2014; 2(20).

16. Vittorio O., Jacchetti E., Pacini S. et al. Endothelial differentiation of mesenchymal stromal cells: when traditional biology meets mechanotransduction. Integr Biol (Camb). 2013; 5(2): 291-9.

17. Wang H., Zhao T., Xu F., et al. How important is differentiation in the therapeutic effect of mesenchymal stromal cells in liver disease? Cytotherapy. 2013; 0: 1e10

18. Watt S. M., Gullo F., van der Garde M., et. al. The angiogenic properties of mesenchymal stem/stromal cells and their therapeutic potential. Br. Med. Bull. 108, 25-53. doi:10.1093/bmb/ldt031

19. Wu X. B., Tao R., Li D.-L. et al. Hepatobiliary Pancreat Dis Int. 2012 Aug 15;11(4):360-71. Hepatocyte differentiation of mesenchymal stem cells. Pathobiology. 2013; 80: 228-234.

20. Yin L., Zhu Y., Yang J., et al. Adipose tissue-derived mesenchymal stem cells differentiated into hepatocyte like cells in vivo and in vitro. Mol. Med. Rep. 2014. doi: 10.3892/mmr.2014.2935.