Кариометрические показатели нейронов спинномозговых узлов в процессе заживления гнойных ран

Цель исследования – провести кариометрическую оценку нейронов спинномозговых узлов экспериментальных животных на фоне гнойного раневого процесса при естественном заживлении и при стимуляции гидроимпульсной санацией и внесением обогащенной тромбоцитами плазмы крови. Материал и методы. В эксперименте на 100 белых беспородных крысах моделировали гнойную рану боковой поверхности бедра, внесением суточной культуры Staphillococcus aureus с концентрацией 1010 микробных тел. Сформировали две группы: естественное заживление и заживление после терапии гидроимпульсной санации раны мелкодисперсным потоком NaCl c последующим внесением обогащенной тромбоцитами аутоплазмы крови. Материал забирали на 1-, 7-е и 14-е сутки. Проводили иссечение поясничных спинномозговых узлов сегментов LIII–LV как соответствующих зональной иннервации области нанесенной раны. На светооптическом уровне после окраски крезиловым фиолетовым по Нисслю измеряли площадь центрального сечения ядер нервных клеток, подсчитывали количество многоядрышковых нейронов. Статистическую обработку проводили методами непараметрической статистики Mann–Whitney test, при множественном групповом сравнении применяли Kruskal–Wallis ANOVA test. Результаты. Ядра нейронов спинномозговых узлов в ответ на раневой процесс в области их иннервации реагируовали увеличением площади, соответственно компенсаторной нагрузке на фоне роста числа клеток с признаками реактивных изменений. Заключение. Комбинированная терапия гидроимпульсной санацией и обогащенной тромбоцитами аутоплазмы крови приводит к большей выраженности компенсаторных реакций во всех субпопуляциях нейронов, проявляющихся в статистически значимом увеличении площади ядер с максимальными показателями на 7-е сутки эксперимента.

1. Гущина С.В., Балашов В.П., Шиханов Н.П. Оценка транскрипционной активности ядерного фактора каппа В (NF-κB) в чувствительных нейронах in vitro. Журнал анатомии и гистопатологии. 2015;4(3):43-43. DOI: 10.18499/2225- 7357-2015-4-3-43-43.

2. Никитюк Д.Б., Фетисов С.О., Клочкова С.В., Алексеева Н.Т. Морфофункциональная характеристика нейронов спинномозговых узлов в динамике заживления гнойной раны. Журнал анатомии и гистопатологии. 2023;12(4):9-21. DOI: 10.18499/2225-7357-2023-12-4-9-21.

3. Степанов С.С., Акулинин В.А., Авдеев Д.Б., Степанов А.С., Горбунова А.В. Структурнофункциональная реорганизация ядрышкового аппарата нейронов неокортекса, архикортекса и базальных ганглиев головного мозга белых крыс после 20-минутной окклюзии общих сонных артерий. Журнал анатомии и гистопатологии. 2018;7(4):67-74. DOI: 10.18499/2225-7357-2018-7-4-67-74.

4. Avraham O., Deng P.Y., Jones S., Kuruvilla R., Semenkovich C.F., Klyachko V.A. et al. Satellite glial cells promote regenerative growth in sensory neurons. Nat Commun. 2020 Sep 29;11(1):4891. DOI: 10.1038/s41467-020-18642-y.

5. Berciano M.T., Novell M., Villagra N.T., Casafont I., Bengoechea R., Val-Bernal J.F. et al. Cajal body number and nucleolar size correlate with the cell body mass in human sensory ganglia neurons. J Struct Biol. 2007;158:410-420. DOI: 10.1016/j.jsb.2006.12.008.

6. Chomphoo S., Sakagami H., Kondo H., Hipkaeo W. Localization of PIP5Kgamma selectively in proprioceptive peripheral fields and also in sensory ganglionic satellite cells as well as neuronal cell membranes and their central terminals. J Anat. 2021;239:1196-1206. DOI: 10.1111/joa.13491.

7. Deer T.R., Levy R.M., Kramer J., Poree L., Amirdelfan K., Grigsby E. et al. Dorsal root ganglion stimulation yielded higher treatment success rate for complex regional pain syndrome and causalgia at 3 and 12 months: a randomized comparative trial. Pain. 2017;158:669-681. DOI: 10.1097/j.pain.0000000000000814.

8. Duce I.R., Keen P. An ultrastructural classification of the neuronal cell bodies of the rat dorsal root ganglion using zinc iodide-osmium impregnation. Cell Tissue Res. 1977;185:263-277. DOI: 10.1007/BF00220670.

9. Geuna S., Borrione P., Corvetti G., Poncino A., Giacobini-Robecchi M.G. Types and sub-types of neurons in dorsal root ganglia of the lizard Podarcis sicula: a light and electron microscope study. Eur J Morphol. 1998;36:37-47. DOI: 10.1076/ejom.36.1.37.9026.

10. Haberberger R.V., Barry C., Dominguez N., Matusica D. Human Dorsal Root Ganglia. Front Cell Neurosci. 2019;13:271. DOI: 10.3389/fncel.2019.00271.

11. Ji Y., Shi W., Yang J., Ma B., Jin T., Cao B., Liu X. et al. Effect of sympathetic sprouting on the excitability of dorsal root ganglion neurons and afferents in a rat model of neuropathic pain. Biochem Biophys Res Commun. 2022;587:49-57. DOI: 10.1016/j.bbrc.2021.11.096.

12. Nascimento A.I., Da Silva T.F., Fernandes E.C., Luz L.L., Mar F.M., Safronov B.V. et al. Sensory neurons have an axon initial segment that initiates spontaneous activity in neuropathic pain. Brain. 2022;145:1632-1640. DOI: 10.1093/brain/awac078.

13. Avraham O., Feng R., Ewan E.E., Rustenhoven J., Zhao G., Cavalli V. Profiling sensory neuron microenvironment after peripheral and central axon injury reveals key pathways for neural repair. Elife. 2021 Sep 29;10:e68457. DOI: 10.7554/eLife.68457.

14. Shinder V., Govrin-Lippmann R., Cohen S., Belenky M., Ilin P., Fried K. et al. Structural basis of sympathetic-sensory coupling in rat and human dorsal root ganglia following peripheral nerve injury. J Neurocytol. 1999;28:743-761.

15. Sato S., Burgess S.B., McIlwain D.L. Transcription and motoneuron size. J Neurochem. 1994 Nov;63(5):1609-15.

16. Shiue S.J., Rau R.H., Shiue H.S., Hung Y.W., Li Z.X., Yang K.D., Cheng J.K. Mesenchymal stem cell exosomes as a cell-free therapy for nerve injury-induced pain in rats. Pain. 2019;160:210-223. DOI: 10.1097/j.pain.0000000000001395.

17. Tandrup T. Unbiased estimates of number and size of rat dorsal root ganglion cells in studies of structure and cell survival. J Neurocytol. 2004;33:173-192.

18. Tran A.P., Warren P.M., Silver J. The biology of regeneration failure and success after spinal cord injury. Physiological Reviews. 2018;98:881-917.