Особенности экспрессии NeuN в цингулярной коре больших полушарий головного мозга мышей при введении эшерихиозного липополисахарида

Цель исследования – изучить изменения экспрессии NeuN в цингулярной коре больших полушарий головного мозга мышей после внутрибрюшинного введения различных доз бактериального липополисахарида (ЛПС). Материал и методы. Исследование проведено на 12 мышах C57Bl/6, которым в одно и то же время на протяжении 4 суток внутрибрюшинно вводили физиологический раствор (группа контроля) или эшерихиозный ЛПС в одной из следующих доз: 0,5 мг/кг/сут (1-я группа), 1 мг/кг/сут (2-я группа) или 2 мг/кг/сут (3-я группа). У животных извлекали головной мозг и изготавливали гистологические препараты толщиной 5 мкм с окрашиванием антителами к маркеру NeuN. Подсчитывали количество клеток, экспрессирующих NeuN, в цингулярной коре больших полушарий головного мозга, в зоне Cg1 / дорсальной передней поясной коре. Данные подвергались и статистической обработке. Результаты. При иммуногистохимическом исследовании количество нейронов, экспрессирующих NeuN, в 1-й группе (ЛПС в дозе 0,5 мг/кг/сут) составило 8226,9±336,94 клетки на 1мм2, во 2-й группе (ЛПС в дозе 1 мг/кг/сут) – 7889,4±211,83 клетки на 1 мм2, в 3-й группе (ЛПС в дозе 2 мг/кг/сут) – 7039,7±580,42 клетки на 1 мм2, в группе контроля – 9985,6 ± 576,75 клетки на 1 мм2. При иммунофлуоресцентном исследовании различия между выборками не установлены. Заключение. При внутрибрюшинном введении мышам в течение 4 суток ЛПС в дозах 0,5–2 мг/кг/сут уменьшается экспрессия NeuN, маркера зрелых нейронов. Полученные данные могут быть использованы для создания модели возрастной нейродегенерации.

1. Гусельникова В.В., Коржевский Д.Э. NeuN - нейрональный ядерный антиген и маркер дифференцировки зрелых клеток. Acta Naturae. 2015;7(2):42-47. URL: https://actanaturae.ru/2075 8251/article/download/10490/pdf. (дата обращения: 19.06.2024).

2. Кудрявцева В.А., Кузьмин Е.А., Моисеева А.В., и др. Молекулярные и морфологические маркеры гибели нейронов при острых нарушениях мозгового кровообращения. Сеченовский вестник. 2022;13(4):18-32. DOI: 10.47093/2218-7332.2022.13.4.18-32.

3. Bankhead P., Loughrey M.B., Fernández J.A., et al. QuPath: Open-source software for digital pathology image analysis. Science Reports. 2017;7(1):16878. DOI: 10.1038/s41598-017-17204-5.

4. Catorce M.N., Gevorkian G. LPS-induced Murine Neuroinflammation Model: Main Features and Suitability for Pre-clinical Assessment of Nutraceuticals. Current neuropharmacology. 2016;14(2),155-164. DOI: 10.2174/1570159x14666151204122017.

5. Dean J.M., van de Looij Y., Sizonenko S.V., et al. Delayed cortical impairment following lipopolysaccharide exposure in preterm fetal sheep. Annals of neurology. 2011; 0(5):846–856. DOI: 10.1002/ana.22480.

6. Festing M.F.W., Altman D.G. Guidelines for the design and statistical analysis of experiments using laboratory animals. ILAR J. 2002;43(4):244–258. DOI: 10.1093/ilar.43.4.244 Erratum in: ILAR J. 2005;46(3):320.

7. Galea E., Graeber M.B. Neuroinflammation: The Abused Concept. ASN Neuro. 2023 JanDec;15:17590914231197523. DOI: 10.1177/17590914231197523.

8. Haley M.S., Maffei A. Versatility and Flexibility of Cortical Circuits. The Neuroscientist: a review journal bringing neurobiology, neurology and psychiatry. 2018;24(5):456-470. DOI: 10.1177/1073858417733720.

9. Harland M., Torres S., Liu, J., Wang X. Neuronal Mitochondria Modulation of LPS-Induced Neuroinflammation. The Journal of neuroscience: the official journal of the Society for Neuroscience. 2020;40(8):1756-1765. DOI: 10.1523/JNEUROSCI.2324-19.2020.

10. Hirotsu A., Miyao M., Tatsumi K., Tanaka T. Sepsisassociated neuroinflammation in the spinal cord. PloS one. 2022;17(6):e0269924. DOI: 10.1371/journal.pone.0269924.

11. Li T., Yuan L., Zhao Y., et al. Blocking osteopontin expression attenuates neuroinflammation and mitigates LPS-induced depressive-like behavior in mice. Journal of affective disorders. 2023;330:83-93. DOI: 10.1016/j.jad.2023.02.105.

12. Mullen R.J., Buck C.R., Smith A.M. NeuN, a neuronal specific nuclear protein in vertebrates. Development (Cambridge, England). 1992;116(1):201-211. DOI: 10.1242/dev.116.1.201.

13. Paxinos G., Franklin K. Paxinos and Franklin's the Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates. Elsevier Science. 2012. 360.

14. Roe K. An inflammation classification system using cytokine parameters. Scandinavian journal of immunology. 2021;93(2):e12970. DOI: 10.1111/sji.12970.

15. Sumbria R.K., Grigoryan M.M., Vasilevko V., et al. A murine model of inflammation-induced cerebral microbleeds. Journal of neuroinflammation. 2016;13(1):218. DOI: 10.1186/s12974-016-0693-5.

16. Venediktov A.A., Bushueva O.Y., Kudryavtseva V.A., et al. Closest horizons of Hsp70 engagement to manage neurodegeneration. Frontiers in molecular neuroscience. 2023;16:1230436. DOI: 10.3389/fnmol.2023.1230436.

17. Wang L., Ding J., Zhu C., et al. Semaglutide attenuates seizure severity and ameliorates cognitive dysfunction by blocking the NLR family pyrin domain containing 3 inflammasome in pentylenetetrazole kindled mice. International journal of molecular medicine. 2021;48(6):219. DOI: 10.3892/ijmm.2021.5052.

18. Wang Y., Ge X., Yu S., Cheng Q. Achyranthes bidentata polypeptide alleviates neurotoxicity of lipopolysaccharide-activated microglia via PI3K/Akt dependent NOX2/ROS pathway. Annals of translational medicine. 2021;9(20):1522. DOI: 10.21037/atm-21-4027.

19. Wolf H.K., Buslei R., Schmidt-Kastner R., et al. NeuN: a useful neuronal marker for diagnostic histopathology. The journal of histochemistry and cytochemistry: official journal of the Histochemistry Society. 1996;44(10):1167-1171. DOI: 10.1177/44.10.8813082.

20. Woodburn S.C., Bollinger J.L., Wohleb E.S. The semantics of microglia activation: neuroinflammation, homeostasis, and stress. Journal of neuroinflammation. 2021;18(1):258. DOI: 10.1186/s12974-021-02309-6.

21. Wu J. Y., Cho S. J., Descant K., et al. Mapping of neuronal and glial primary cilia contactome and connectome in the human cerebral cortex. Neuron. 2024;112(1):41-55. DOI: 10.1016/j.neuron.2023.09.032.

22. Yang J., Li Y., Bhalla A., et al. A novel co-culture model for investigation of the effects of LPS-induced macrophage-derived cytokines on brain endothelial cells. PloS one. 2023;18(7):e0288497. DOI: 10.1371/journal.pone.0288497.

23. Yang Y., Hao T., Yao X., et al. Crebanine ameliorates ischemia-reperfusion brain damage by inhibiting oxidative stress and neuroinflammation mediated by NADPH oxidase 2 in microglia. Phytomedicine: international journal of phytotherapy and phytopharmacology. 2023;120:155044. DOI: 10.1016/j.phymed.2023.155044.

24. Yu Q., Zhang L., Xu T., et al. Oligodendroglia-topericyte conversion after lipopolysaccharide exposure is gender-dependent. PloS one. 2024;19(8): e0308132. DOI: 10.1371/journal.pone.0308132.

25. Zhao J., Bi W., Xiao S., et al. Neuroinflammation induced by lipopolysaccharide causes cognitive impairment in mice. Scientific reports. 2019;9(1):5790. DOI: 10.1038/s41598-019-42286-8.