Динамика распределения виментина и альфа-гладкомышечного актина в печени на этапах регенерации после химически индуцированного фиброза

Цель исследования – анализ распределения виментина и альфа-гладкомышечного актина (α-SMA) в печени на различных этапах регенерации после химически индуцированного фиброза. Материал и методы. Из белых беспородных крыс-самцов были сформированы четыре экспериментальные группы, представляющих различные стадии восстановления печени (без восстановления, 4, 8 и 12 недель) после химически индуцированного фиброза и контрольная группа. В каждой группе насчитывалось по 8 животных. Анализировали динамику распределения промежуточных филаментов мезенхимальных клеток на препаратах, окрашенных иммуногистохимическим методом с использованием антител к виментину и α-SMA. Результаты. После химически индуцированного фиброза печени наблюдалось значительное увеличение удельной площади виментина и α-SMA, что свидетельствует о важной роли мезенхимальных клеток в ремоделировании печеночной паренхимы. На 4-й неделе сохранялось увеличение количества виментин- и α-SMA-позитивных клеток, которые располагались вдоль фиброзных септ и вокруг кровеносных сосудов. На данном этапе формировались регенераторные розетковидные структуры, состоящие из виментин- и α-SMA-позитивных мезенхимальных клеток, окруженных юными регенерирующими гепатоцитами. На 8–12-й неделях регенерации отмечалось уменьшение удельной площади этих маркеров, однако виментин- и α-SMA-позитивные клетки все еще присутствовали вблизи портальных триад и кровеносных сосудов, указывая на продолжающиеся процессы регенерации. Заключение. Виментин и α-SMA играют ключевую роль в формировании фиброзного матрикса и активации перисинусоидальных клеток и миофибробластов. Наблюдаемая корреляция между изменениями содержания виментина и α-SMA указывает на их координированное участие в процессах фиброза и регенерации.

1. Friedman SL. Liver fibrosis – from bench to bed-side. Journal of Hepatology. 2003 Jan;38:38–53. doi: 10.1016/s0168-8278(02)00429-4

2. Kisseleva T, Cong M, Paik Y, Scholten D, Jiang C, Benner C, et al. Myofibroblasts revert to an inactive phenotype during regression of liver fibrosis. Proceedings of the National Academy of Sciences. 2012 May 7;109(24):9448–53. doi: 10.1073/pnas.1201840109

3. Li J, Xin J, Zhang L, Wu J, Jiang L, Zhou Q, et al. Human Hepatic Progenitor Cells Express Hematopoietic Cell Markers CD45 and CD109. International Journal of Medical Sciences. 2014;11(1):65–79.

4. Lieber CS. Alcoholic liver disease: New insights in pathogenesis lead to new treatments. Journal of Hepatology. 2000 Jan;32:113–28. doi: 10.1016/s0168-8278(00)80420-1

5. Marin F, Boya J, A. Lopez-Carbonell. Immunocytochemical localization of vimentin in stellate cells (Folliculo-stellate cells) of the rat, cat and rabbit pituitary pars distalis. Anatomy and embryology. 1989 Apr 1;179(5):491–5. doi: 10.1007/bf00319592

6. Pervin M, Hasan I, Kobir MdA, Akter L, Karim MR. Immunophenotypic analysis of the distribution of hepatic macrophages, lymphocytes and hepatic stellate cells in the adult rat liver. Anatomia, Histologia, Embryologia. 2021 Jun 15;50(4):736–45. doi: 10.1111/ahe.12718

7. Ramachandran P, Iredale J, Fallowfield J. Resolution of Liver Fibrosis: Basic Mechanisms and Clinical Relevance. Seminars in Liver Disease. 2015 May 14;35(02):119–31. doi: 10.1055/s-0035-1550057

8. Tsuchida T, Friedman SL. Mechanisms of hepatic stellate cell activation. Nature Reviews Gastroenterology & Hepatology. 2017 May 10;14(7):397–411. doi: 10.1038/nrgastro.2017.38

9. Zeisberg M, Yang C, Martino M, Duncan MB, Rieder F, Tanjore H, et al. Fibroblasts Derive from Hepatocytes in Liver Fibrosis via Epithelial to Mesenchymal Transition. Journal of Biological Chemistry. 2007 Aug;282(32):23337–47. doi: 10.1074/jbc.m700194200

10. Hong Z, Reeves KJ, Sun Z, Li Z, Brown NJ, Meininger GA. Vascular Smooth Muscle Cell Stiffness and Adhesion to Collagen I Modified by Vasoactive Agonists. Dague E, editor. PLOS ONE. 2015 Mar 6;10(3):e0119533. doi: 10.1371/journal.pone.0119533